c3518cb17d976b8

نقش سورفکتین در القا مقاومت گیاه توتون علیه آگروباکتریوم

نوع مقاله : مقاله پژوهشی

نویسندگان

1 دانشجوی دکتری، گروه بیماری‌شناسی گیاهی، دانشکده کشاورزی، دانشگاه تربیت مدرس

2 دانشیار، گروه بیماری‌شناسی گیاهی، دانشکده کشاورزی، دانشگاه تربیت مدرس

3 دانشیار، گروه ژنتیک مولکولی، دانشکده علوم زیستی، دانشگاه تربیت مدرس

4 دانشیار، گروه زیست‌شناسی گیاهی، دانشکده علوم زیستی، دانشگاه تربیت مدرس

چکیده

بیماری گال طوقه یکی از خسارت‏زاترین بیماری‌های باکتریایی است. کنترل زیستی بیماری‌های گیاهی به لحاظ خطرهای ناشی از کاربرد آفت‏کش‏ها امروزه جایگاه ویژه‌ای دارد. این پژوهش برای درک دقیق‌تر‏‏ سازوکار مولکولی سورفکتین روی آگروباکتریوم مولد گال طوقه به‌عنوان پیش‌نیاز امکان استفاده از عامل کنترل زیستی باسیلوس تولیدکننده سورفکتین علیه این بیماری انجام شد. بدین منظور از گیاه توتون، سویه آگروباکتریوم IBRC-M10701 و سورفکتین خالص تجاری (25 میکرومولار) استفاده شد. به دلیل اهمیت اثر miRNAها در مسیر سیگنال‏دهی اکسین و ژن lox در مسیر القای مقاومت، سطح بیان miRNA167‏‏‏nta- و ژن lox در برهمکنش باکتریایی IBRC-M10701 و سورفکتین در روزهای اول، سوم و ششم بعد از تیمار با روش qRT-PCR مورد ارزیابی قرار گرفت. سطح بیان ژن lox پس از تیمار با آگروباکتریوم در زمان‌های‏‏ فوق به ترتیب افزایش بیانی 47/0، 9/22 و 8/61 برابری، در تیمار با سورفکتین افزایش بیانی 6/4، 6/3 و 6/11 برابری و در تیمار تلفیقی سورفکتین-آگروباکتریوم افزایش بیانی 2/4، 8/38 و کاهش بیانی 3/20 برابری داشت. همچنین سطح بیانی nta-miR167 در تیمار آگروباکتریوم بیانگر روند افزایشی 4/3، 4/214 برابری (روز اول و سوم) سپس روند کاهشی 5/2 برابری (روز ششم)، در تیمار با سورفکتین افزایش بیانی 12/3، 2/13 برابری (روز اول و سوم) و کاهش بیانی 5/4 برابری (روز ششم) و همچنین در تیمار تلفیقی سورفکتین-آگروباکتریوم بیانگر افزایش بیانی 6/1، 2/2 و 6/9 برابری نسبت به شاهد بود. به‌طورکلی مقایسۀ الگوی تغییرهای بیانی در ژن lox و nta-miR167 بیانگر اثر مثبت بیوکنترلی سورفکتین علیه آگروباکتریوم به‌واسطۀ کاهش اثر تهاجمی آن بود. این مطلب بیانگر ارزشمندی این ترکیب و سویه‌های‏‏ باکتریایی باسیلوس تولیدکنندۀ سورفکتین به‌عنوان عوامل کنترل زیستی است.

کلیدواژه‌ها

عنوان مقاله [English]

Effect of Surfactin on inducing tobacco resistance against Agrobacterium

نویسندگان [English]

  • Fahimeh Nazari 1
  • Naser Safaie 2
  • Bahram Mohammad Soltani 3
  • Masoud Shams-Bakhsh 2
  • Mohsen Sharifi 4
1 Ph. D. Candidate, Department of Plant Pathology, Faculty of Agriculture, Tarbiat Modares University, Tehran, Iran
2 Associate Professor, Department of Plant Pathology, Faculty of Agriculture, Tarbiat Modares University, Tehran, Iran
3 Associate Professor, Department of Molecular Genetics, Faculty of Biological Sciences, Tarbiat Modares University, Tehran, Iran
4 Associate Professor, Department of Plant Biology, Faculty of Biological Sciences, Tarbiat Modares University, Tehran, Iran
چکیده [English]

Crown gall is one of the most destructive bacterial diseases of plants. Nowadays, special attention has been focused on the biological control of plant diseases as an alternative to chemical control. This study was conducted to better understanding the molecular mechanism of Surfactin on Agrobacterium tumefaciens as a prerequisite for the use of Bacillus as a biocontrol agent of this pathogen. In this study, Tobacco plants (Nicotiana tabacum), IBRC-M10701 strains of A. tumefaciens, and pure commercial Surfactin (25 µm) were used. miRNAs and lox genes have an important effect in the auxin signalling pathway. Using Real-time PCR, the expression level of miR167 and lox gene measured 1, 3, and 6 days after inoculations in the interaction of A. tumifaciens IBRC-M10701 and Surfactin. The expression level of lox gene in Agrobacterium treatment showed 0.47, 22.9, and 61.8 increased. In Surfactin treatment it was 4.6, 3.6 and, 11.6 fold and in Surfactin-Agrobacterium treatment this amount was 4.2, 38.8, and 20.3 fold. In addition, the expression level of nta-miRNA167 in Agrobacterium treatment indicated an increase of 3.4 and 214.4 fold (in the first and third day after inoculation), then decreased to 2.5 fold (in the sixth day), in treatment with Surfactin the amount of expression level was detected as 3.2, 13.2 and 4.5 fold and in Surfactin-Agrobacterium treatment this amount was 1.6, 2.2 and 9.6 fold compared with the control. All of the results indicated the positive effect of Surfactin in suppression the strain IBRC-M10701 of Agrobacterium. The results indicated the key role of Surfactin in biocontrol which reflected the possible use of Bacillus strains producing Surfactin in biological control.

کلیدواژه‌ها [English]

  • lox
  • miRNA
  • Surfactin

مراجع

  1. Abel, S. & Theologis, A. (1996).  Early genes and auxin action. Plant Physiology, 111, 9-17.
  2. Adam, A., Jourdan, E., Ongena, M., Duby, F., Dommes, J. & Thonart, P. (2005). Resistance induced in cucumber and tomato by a non-pathogenic Pseudomonas putida strain. Parasitica, 61, 13-22.
  3. Alami, I., Jouy, N. & Clerivet, A. (1999). The lipoxygenase pathway is involved in elicitor-induced phytoalexin accumulation in plane tree (Platanusacerifolia) cell-suspension cultures. Journal of Phytopathology, 147, 515-519.
  4. Allen, O. N. & Holding, A. J. (1974). Genus II. Agrobacterium Conn 1942, 359.In R.E.Buchanan & N. E. Gibbons (Eds.), Bergey’s manual of determinative bacteriology. Baltimore: Williams and Wilkins Co. 8th ed., pp. 264–267.
  5. Amani, B. (1966). Stem and root gall of grapevine. Iranian Journal of Plant Pathology, 3, 12-18.
  6. Bartel, D. P. (2004). MicroRNAs: genomics, biogenesis, mechanism, and function. Cell, 116, 281-297.
  7. Baulcombe, D. (2004). RNA silencing in plants. Nature, 431, 356-363.
  8. Ding, S. T., McNeel, R. L. & Mersmann, H. J. (1999). Expression of porcine adipocyte transcripts: Tissue distribution and differentiation in vitro and in vivo.Comparative Biochemistry and Physiology Part B Biochemistry and Molecular Biology, 123, 307-318.
  9. Dunoyer, P., Himber, C. & Voinnet, O. (2006). Induction, Suppression and requirement of RNA silencing pathways in virulent Agrobacterium tumefaciens infections.Nature genetics, 38, 258-263.
  10. Hagen, G. & Guilfoyle, T. (2002). Auxin-responsive gene expression: genes, promoters and regulatory factors. Plant Molocular and Biology, 49, 373-385.
  11. Henry, G., Deleu, M., Jourdan, E., Thonart, P. & Ongena, M. (2011). The bacterial lipopeptidesurfactin targets the lipid fraction of the plant plasma membrane to trigger immune-related defence responses. Cell Microbiology, 13(11), 1824-1837.
  12. Kasschau, K. D., Xie, Z., Allen, E. et al. (2003). P1/HC-Pro, a viral suppressor of RNA silencing, interferes with Arabidopsis development and miRNA function. Developmental Cell, 4, 205-217.
  13. Kennedy, B. W. & Alcorn, S. M. (1980). Estimates of U.S. crop losses to prokaryote plant pathogens. Plant Disease, 64, 674-676.
  14. Khraiwesha, B., Zhua, J. K. & Zhuc, J. (2012). Role of miRNAs and siRNAs in biotic and abiotic stress responses of plants. Biochimica et BiophysicaActa, 1819(2), 137-148.
  15. Kracht, M., Rokos, H., Ozel, M., Kowall, M., Pauli, G. &Vater, J. (1999). Antiviral and hemolytic activities of surfactin isoforms and their methyl ester derivatives.The Journal of Antibiotics, 52(7), 613-619.
  16. Lin, T. C. & Ishii, H. (2009). Accumulation of H2O2 in xylem fluids of cucumber stems during ASM-induced systemic acquired resistance (SAR) involves increased LOX activity and transient accumulation of shikimic acid. European Journal of Plant Pathoogyl, 125, 119-130.
  17. Liu, H. H., Tian, X., Li, Y. J., Wu, C. A. & Zheng, C. C. (2008). Microarray-based analysis of stress-regulated micro RNAs in Arabidopsis thaliana. RNA, 14, 836-843.
  18. Navarro, L., Dunoyer, P., Jay, F., Arnold, B., Dharmasiri, N., Estelle, M., Voinnet, O. & Jones, J. D. G. (2006). A Plant miRNA contributes to antibacterial resistance by repressing auxin signaling. Science, 312, 436.
  19. Nazari, F., Safaie, N., Soltani, BM., Shams-Bakhsh, M. & Sharifi, M. (2017). Bacillus subtilis affects miRNAs and flavanoids production in Agrobacterium-Tobacco interaction. Plant Physiology and Biochemistry, 118, 98-106.
  20. Ongena, M., Jourdan, E., Adam, A., Paquot, M., Brans, A., Joris, B. et al. (2007). Surfactin and fengycinlipopeptides of Bacillus subtilis as elicitors of induced systemic resistance in plants. Environmental Microbiology, 9, 1084-1090.
  21. Peypoux, Á. F., Bonmatin, Á. J. M. & Wallach, J. (1999). Recent trends in the biochemistry of surfactin. Applied Microbiology and Biotechnology, 51, 553-563.
  22. Phookaew, P., Netrphan, S., Sojikul, P. & Narangajavana, J. (2014). Involvement of miR164- and miR167-mediated target gene expressions in responses to water deficit in cassava. Biologia Plantarum, 58(3), 469-478.
  23. Pruss, G. J., Nester, E. W. & Vance, V. (2008). Infiltration with Agrobacterium tumefaciens Induces host defense and development-dependent responses in the infiltrated zone. Molecular Plant-Microbe Interactions, 21(12), 1528-1538.
  24. Sheppared, J., Jumarie, C., Coopre, D. & Laprade, R. (1991). Ionic channels induced by surfactin in planar lipid bilayer membrane. Biochimica etBiophysicaActa, 1064, 13-23.
  25. Smith, E. F. & Townsend, C. O. (1907). A plant-tumor of bacterial origin.Science, 25, 671-673.
  26. Sunkar, R., Li, Y. F. & Jagadeeswaran, G. (2012). Functions of microRNAs in plant stress responses. Trends in Plant Science, 17(4), 196-203.
  27. Yang, J. H., Han, S. J., Yoon, E. K. & Lee, W. S. (2006). Evidence of an auxin signal pathway, microRNA167-ARF8-GH3, and its response to exogenous auxin in cultured rice cells. Nucluic Acids and Research, 34(6), 1892-1899.

فایل ها

سابقه مقاله

  • تاریخ دریافت: 30 مرداد 1396
  • تاریخ بازنگری: 06 آبان 1397
  • تاریخ پذیرش: 10 آبان 1397

هم رسانی

ارجاع به این مقاله

آمار